ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ……………………………………………………………… 3

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ……………………………………………………4

1.Общие принципы проточной цитометрии …………………… 4

2. Анализ ДНК-гистограмм ……………………………………….5

3.Анализ параметров клеточного цикла………………………….9

4.Наиболее употребительные методики, используемые

в цитометрии клеточного цикла……………………………… 14

5.Применение цитометрии в молекулярной

клинической диагностике……………………………………… 17

ЗАКЛЮЧЕНИЕ………………………………………………………… 22

ЛИТЕРАТУРА………………………………………………… 23

Возможности применения методов количественной цитометрии в биологических и медицинских исследованиях очень широки. Они включают множество задач, начиная от поиска наиболее информативных морфометрических и цитоспектрофотометрических критериев кинетики ДНК в клеточном цикле и кончая многопараметрическим изучением гетерогенных популяций исследуемых объектов. Хотя эти задачи могут решаться на различных экспериментальных моделях или клиническом материале, общие принципы остаются одинаковыми как для тех, так и других объектов.

В настоящее время цитометрию принято подразделять на проточную и статическую. Первый вариант цитометрии осуществляется с помощью специальных приборов – проточных цитометров и сортеров. Для статической цитометрии могут быть использованы конфокальные микроскопы, а также более простые и дешевые системы анализа изображений, смонтированные на обычных люминесцентных микроскопах. Существует много методик, которые с одинаковым успехом можно воспроизводить как с помощью проточной, так и статической цитометрии. Более того, статическая цитометрия в некоторых случаях позволяет получить более обширную информацию о клетках, причем ее производительность не намного меньше проточной.

Настоящий обзор литературы посвящен применению цитометрии для оценки параметров клеточного цикла на экспериментальном и клиническом материале. Хотя в обзоре в основном приводятся сведения, касающиеся проточной цитометрии, с учетом изложенного выше они в значительной степени распространяются также и на статическую цитометрию.

1.Общие принципы проточной цитометрии

Метод проточной цитометрии сформировался за последние 30 лет на основе отдельных опытов по подсчету числа частиц и определению их размеров. В 1965 г. появилось первое сообщение о клеточном сортере, а в 70-х годах стали выпускать приборы, способные измерять интенсивность флуоресценции при двух и более длинах волн и определять сразу несколько клеточных параметров.

В настоящее время выпускают два основных типа приборов для проточной цитометрии: 1) простые в использовании аппараты, которые могут измерять флуоресценцию при двух и более длинах волн и светорассеяние под углом около 10º (малоугловое прямое рассеяние) и 90º; 2) большие клеточные сортеры, которые не только измеряют пять и более клеточных или ядерных параметров, но и сортируют частицы с заданным набором этих параметров.

Принципы проточной цитометрии весьма просты. Клетки или ядра поодиночке пересекают сфокусированный световой пучок, обычно лазерный. Свет определенной длины возбуждает молекулы флуоресцирующих красителей, связанных с различными клеточными компонентами, при этом при этом может происходить одновременное возбуждение нескольких разных красителей, что позволяет оценить сразу несколько клеточных параметров. Свет, испускаемый красителями, собирают с помощью системы линз и зеркал и разлагают на компоненты. Световые сигналы детектируют, преобразуют в электрические импульсы и далее в форму, удобную для компьютерной обработки и хранения информации.

Методом проточной цитометрии можно получать самые разные данные: определять содержание в клетке ДНК и РНК, суммарное количество белков и количество специфических белков, узнаваемых моноклональными антителами, исследовать клеточный метаболизм (например, измерять внутриклеточный рН), изучать транспорт ионов кальция и кинетику ферментативных реакций (M.G.Ormerod, 1990).

В продаже имеются разные проточные цитометры, и изложить общие принципы их работы сложно. Можно отметить лишь несколько моментов, общих для всех приборов:

– для анализа необходимы гомогенные суспензии изолированных клеток;

– клетки или ядра должны иметься в достаточном количестве;

– для устранения эффектов, связанных с возможной агрегацией клеток, необходимо использовать всю доступную информацию, например данные по рассеянию света в объеме и отношение площади пика к его ширине.

2. Анализ ДНК-гистограмм

Измерение содержания ДНК – одно из самых простых и распространенных применений проточной цитометрии. Первые ДНК-гистограммы, полученные в 1969 г.(M.A.Van Dilla, T.T. Trujillo, P.F.Mullaney, J.R.Coulter, 1969), позволили четко различить клетки, находящиеся в G1-, S- и G2/М-фазах клеточного цикла. С тех пор появилось множество работ по измерению содержания ДНК в клиническом материале, полученном в основном от больных раком.

Из ДНК-гистограмм можно получить два рода данных. Во-первых, идентифицировать клетки с аномальным содержанием ДНК (рис.1, Б), так называемые анеуплоидные клетки. Во-вторых, определить долю клеток, находящихся в S-фазе (SPF), и оценить степень пролиферации. Как правило, в клеточной популяции с высокой пролиферативной активностью число клеток в S-фазе больше, чем обычно.

Международный комитет по аналитической цитометрии (W.Hoddeman, J.Schumann, M.Andreeff, B.Barlogie, C.J.Herman, R.C.Lief et.al, 1984) попытался стандартизировать множество способов анализа ДНК-гистограмм, и тем не менее для анализа продолжают использовать различные подходы, часто с привлечением компьютерных прграмм. Далее будут рассмотрены некоторые из этих подходов :

Вычисление коэффициента вариации (CV)

Самый простой способ оценки качества результатов основан на вычислении CV для G1-пика ДНК диплоидных клеток. Эта величина определяется из приведенного ниже соотношения в предположении, что G1-пик следует нормальному распределению:

CV = W / (M · 2,35),

Где W – ширина пика на уровне полувысоты, М – номер канала для максимума G1- пика.

Чем меньше CV и чем лучше G1-пик отвечает нормальному распределению, тем качественнее результаты. В действительности качество ДНК-гистограмм, как правило, не очень высоко, и чтобы судить о достоверности результатов, полученных при клинических исследованиях, приходится оценивать средний CV и диапазон его значений.

Вычисление индекса ДНК

Индекс ДНК для «анеуплоидного» пика (пиков) на гистограммах с двумя или более G1-пиками (рис.1, Б) вычисляют, ориентируясь на «диплоидный» G1-пик. Так, на рис. 1, Б G1-пику для опухолевых клеток соответствует вдвое большее количество ДНК, чем G1-пику диплоидных клеток, поэтому индекс ДНК для него равен 2,0. Для анеуплоидных клеток, содержащих на 50% больше ДНК, чем нормальные, индекс равен 1,5. Анеуплоидию можно выявить только в тех случаях, когда на гистограммах имеется не менее двух G1-пиков. Чтобы установить, какой из близко расположенных друг к другу G1-пиков соответствует диплоидным клеткам из свежих образцов ткани, можно использовать внешний ДНК-стандарт. Если присутствуют только диплоидные клетки, то ИД считают равным 1,0.

Основная проблема при определении плоидности связана с трудностью выявления малого числа анеуплоидных стволовых клеток. Еще труднее идентифицировать малочисленные тетраплоидные стволовые клетки, поскольку такие клетки в G1-фазе по содержанию ДНК равноценны диплоидным клеткам в фазе G2. Так, в отличие от рис 1, Б, на котором четко виден высокий «тетраплоидный» пик, на рис.1, А обнаруживается лишь слабый пик, соответствующий четырем гаплоидным наборам ДНК.

Определение доли клеток, находящихся в S-фазе

Для определения доли клеток в S-фазе используется метод Байсха и др.(H.Baisch, W.Gohde, W.A.Linden, 1975), модифицированный применительно к анеуплоидным клеткам. Суть метода состоит в построении прямоугольника, вписывающегося в пространство между G1- и G2-пиками. Высота этого прямоугольника определяется числом клеток, приходящихся на 10 центральных каналов области S-фазы, из которого вычисляется среднее число клеток на канал. Аналогичным способом можно определить долю анеуплоидных клеток в S-фазе при условии, что высоту прямоугольника (рис.1, Б) можно вычислить, используя ту часть гистограммы, которая не перекрывается с областью, отвечающей диплоидным клеткам. )