Кровоносна система
Змiст
Вступ
Роздiл 1. Загальна характеристика гемоглобiновоi системи в кровi риб та ii роль в пiдтриманнi гомеостазу органiзму
Роздiл 2. Стан системи гемоглобiну (кровi) за дii екстремальних факторiв довкiлля (ЛТ посучасним пестицидах, по кровi риб), температури, кислотних дощiв
2.1 Морфологiчнi, фiзiологiчнi та бiохiмiчнi змiни в органiзмi гiдробiонтiв за дii пестицидiв
2.2 Ступiнь прояву токсичноi дii пестицидiв на риб залежно вiд iх концентрацii
2.3 Залежнiсть стiйкостi риб до токсикантiв вiд температури середовища та пори року
2.4 Вiковi та видовi особливостi стiйкостi та чутливостi риб до токсикантiв водного середовища
2.5 Вплив гiдрохiмiчних показникiв при визначеннi токсичного ефекту
Роздiл 3. Токсикологiчна характеристика iнсектицидiв
Роздiл 4. Матерiали i методи дослiджень
Роздiл 5. Результат теоретичного аналiзу даних
Висновки
Список використаних джерел
Розвиток сiльського господарства та загальне зростання антропiчного впливу на водне середовище загострило проблему виживання водних тварин i, зокрема, риб, в умовах пестицидного навантаження. Забруднення внутрiшнiх водойм, в тому числi рибогосподарських, гербiцидами i одним з лiмiтуючих чинникiв функцiонування модельних водних екосистем та iх бiопродуктивностi. У звтАЩязку з цим вивчення фiзiолого-бiохiмiчних механiзмiв адаптацii на рiвнi обмiнних процесiв у риб, а також iх енергетичне забезпечення у вiдповiдь на токсичний вплив пестицидiв i однiiю з головних умов розробки ефективних засобiв та способiв пiдвищення стiйкостi органiзму риб до змiнених умов iснування.
Знання характеру особливостей надходження, розподiлу, накопичення пестицидiв в органах та тканинах, бiохiмiчних змiн в результатi отруiння може бути використане для пояснення механiзмiв адаптацii риб до токсикантiв, виявлення причин загибелi гiдробiонтiв у природних водоймах та обТСрунтування методiв контролю забруднення навколишнього середовища.
Мета i завдання дослiдження. Метою роботи було структно-функцiональнi характеристики гемоглобiновоi системи коропа лускатого (CyprinuscarpioL).
а) вмiст Нв та його форм;
б) активнiсть ферменту мет-гемоглобiн-редуктази;
в) спорiдненiсть Нв до кисню;
г) швидкiсть лужноi деструкцii Нв.
ОбтАЩiкт дослiдження: короп лускатий (CyprinuscarpioL).
Предмет дослiдження: вплив iнсектициду тАЮПрестижтАЭ на структурно-функцiональнi параметри гемоглобiну кровi коропа у токсичних умовах.
Для досягнення мети вирiшувались наступнi завдання:
теоретично дослiдити морфологiчнi змiни гемоглобiновоi системи риб у вiдповiдь на iснування в умовах iнсектицидного навантаження;
проаналiзувати структурно-функцiональнi змiни в гемоглобiновiй системi коропа пiд впливом токсичних концентрацiй iнсектициду тАЮПрестиж", а саме:
Методи дослiдження: спектрофотометричний аналiз (i-26).
Головною вiдмiннiстю кровоносноi системи риб вiд iнших хребетних i наявнiсть одного кола кровообiгу i двухкамерного серця, наповненого венозною кров'ю (за винятком двоякодишних i кiстеперих).
Серце складаiться з одного шлуночка й одного передсердя i мiститься в навколосерцевiй сумцi, вiдразу за головою, за останнiми зябровими дугами, тобто в порiвняннi з iншими хребетними змiщено вперед. Перед передсердям i венозна пазуха, або венозний синус, зi спадаючими стiнками; через цю пазуху кров надходить у передсердя, а з нього - у шлуночок [14].
Кiлькiсть кровi в риб вiдносно менше, нiж у всiii iншоi хребетноi тварин (1,1 - 7,3% вiд маси тiла, у тому числi в коропа 2,0-4,7%, сома - до 5, щуки - 2, кети - 1,6, тодi як у ссавцiв - 6,8% у середньому). Це зв'язано з горизонтальним положенням тiла (немаi необхiдностi проштовхувати кров вгору) i меншими енергетичними витратами в зв'язку з життям у водному середовищi. Вода i гiпогравiтацiйним середовищем, тобто сила земного притягання тут майже не позначаiться.
Морфологiчна i бiохiмiчна характеристика кровi рiзна в рiзних видiв у зв'язку iз систематичним положенням, особливостями середовища iснування i способу життя. Усерединi одного виду цi показники коливаються в залежностi вiд сезону року, умов змiсту, вiку, статi, стану особей.
Кiлькiсть еритроцитiв у кровi риб менше, нiж у вищих хребетних, а лейкоцитiв, як правило, бiльше. Це зв'язано, з одного боку, зi зниженим обмiном риб, а з iншого боку - з необхiднiстю пiдсилити захиснi функцii кровi, тому що навколишнi середовище багате хвороботворними органiзмами.
Кiлькiсть еритроцитiв у риб коливаiться в широких межах, насамперед у залежностi вiд рухливостi риб: у коропа - 0,84-1,89 млн. /мм3 кровi, щуки - 2,08, пеламiди-4,12 млн. /мм3. Кiлькiсть лейкоцитiв складаi в коропа 20-80, у йорша - 178 тис. /мм3. Клiтки кровi риб вiдрiзняються великою розмаiтiстю, нiж у iншоi групи хребетних. У бiльшостi видiв риб у кровi мають i зернистi (нейтрофiли, еозинофiли) i незернистi (лiмфоцити, моноцити) форми лейкоцитiв. Серед лейкоцитiв переважають лiмфоцити, на частку яких приходиться 80-95%, моноцити складають 0,5-11%; серед зернистих форм переважають нейтрофiли-13-31%; еозинофiли зустрiчаються рiдко (у коропових,).
Спiввiдношення рiзних форм лейкоцитiв у кровi коропа залежить вiд вiку й умов вирощування.
Загальна кiлькiсть лейкоцитiв у кровi риб сильно змiнюiться протягом року, у коропа воно пiдвищуiться влiтку i знижуiться узимку при голодуваннi в зв'язку зi зниженням iнтенсивностi обмiну [4].
Здатнiсть гемоглобiну кровi забирати кисень з води в рiзних риб неоднакова. У швидкоплаваючих риб - макрелi, трiски, форелi - гемоглобiну в кровi багато, i вони дуже вимогливi до вмiсту кисню у водi. У багатьох морських придонних риб, а також вугра, коропа, карасiв i деяких iнших, навпаки, гемоглобiну в кровi мало, але вiн може зв'язувати кисень iз середовища навiть з незначною кiлькiстю кисню.
Чутливiсть риб до змiн температури води також пов'язана з властивостями гемоглобiну: при пiдвищеннi температури води потреба органiзму в киснi збiльшуiться, але здатнiсть гемоглобiну зв'язувати його падаi.
Пригнiчуi здатнiсть гемоглобiну зв'язувати кисень i вуглекислота: для того щоб насиченiсть киснем кровi досягла 50% при вмiстi у водi 1% О2, необхiдний тиск кисню в 666,6 Па, а у вiдсутностi О2 для цього досить тиску кисню майже вдвiчi меншого - 266,6 - 399,9 Па.
Кров, будучи внутрiшнiм середовищем органiзму, мiстить у плазмi бiлки, вуглеводи (глiкоген, глюкоза й iн) i iншi речовини, що грають велику роль в енергетичному i пластичному обмiнi, у створеннi захисних властивостей. Рiвень цих речовин у кровi залежить вiд бiологiчних особливостей риб i абiотичних факторiв, а рухливiсть складу кровi дозволяi використовувати ii показники для оцiнки фiзiологiчного стану.
Кiсткового мозку, що i основним органом утворення формених елементiв кровi у вищих хребетних, i лiмфатичних залоз (вузлiв) у риб немаi.
Кровотворення в риб у порiвняннi з вищими хребетними вiдрiзняiться рядом особливостей:
1. Утворення клiтин кровi вiдбуваiться в багатьох органах. Вогнищами кровотворення в риб i: зябровий апарат (ендотелiй судин i ретикулярний синцитiй, зосереджений у основi зябрових пелюсткiв), кишечник (слизувата), серце (епiтелiальний шар i эндотелий судин), нирки (ретикулярний синцитiй мiж канальцами), селезiнка, судинна кров, лимфоiдний орган (скупчення кровотворноi тканини - ретикулярного синцитiю - пiд дахом черепа). На вiдбитках цих органiв виднi кров'янi клiтки рiзних стадiй розвитку [12].
2. У кiсткових риб найбiльше активно гемопоез вiдбуваiться в лiмфоiдних органах, нирцi i селезiнцi, причому головним органом кровотворення i нирки (передня частина). У нирках i селезiнцi вiдбуваiться як утворення еритроцитiв, лейкоцитiв, тромбоцитiв, так i розпад еритроцитiв.
3. Наявнiсть у периферичнiй кровi риб i зрiлих i молодих еритроцитiв i нормальним i не служить патологiчним показником на вiдмiну вiд кровi дорослих ссавцiв.
4. В еритроцитах, як i в iнших водних тварин, на вiдмiну вiд ссавцiв i ядро.
Селезiнка риб розташовуiться в переднiй частинi порожнини тiла, мiж петлями кишечника, але незалежно вiд нього. Це щiльне компактне темно-червоне утворення рiзноi форми (кулястоi, стрiчкоподiбноi), але частiше витягнутоi. Селезiнка швидко змiнюi обсяг пiд впливом зовнiшнiх умов i стану риби. У коропа вона збiльшуiться узимку, коли в зв'язку зi зниженим обмiном речовин потiк кровi сповiльнюiться i вона скапливается в селезiнцi, печiнцi i бруньках, що служать депо кровi, теж спостерiгаiться при гострих захворюваннях. При недолiку кисню, перевезенню i сортуванню риби, обловi ставкiв запаси кровi iз селезiнки надходять у кров'яне русло. Змiна розмiрiв селезiнки в зв'язку з перiодами посиленоi активностi встановлено на струмковiй i райдужнiй форелях i iнших рибах.
Одним з найважливiших факторiв внутрiшнього середовища i осмотичний тиск кровi, тому що вiд нього залежить значною мiрою взаiмодiя кровi i клiтин тiла, водний обмiн в органiзмi i т.д.
Лiмфатична система риб не маi залоз. Вона представлена поруч парних i непарних лiмфатичних стовбурiв, у якi лiмфа збираiться з органiв i по них же виводиться в кiнцевi дiлянки вен, зокрема в Кювьеровы протоки.
Гемоглобiнова буферна система - сама могутня буферна система кровi. Вона в 9 разiв могутнiше бiкарбонатного буфера; на ii частку приходиться 75% вiд усiii буферноi iмностi кровi [17].
Участь гемоглобiну в регуляцii рН кровi пов'язана з його роллю в транспортi кисню i вуглекислого газу. Константа дисоцiацii кислотних груп гемоглобiну мiняiться в залежностi вiд його насичення киснем. При насиченнi киснем гемоглобiн стаi бiльш сильною кислотою (НнbО2). Гемоглобiн, вiддаючи кисень, перетворюiться в дуже слабку органiчну кислоту (Ннb).
Отже, гемоглобiнова буферна система складаiться з неiонiзованого гемоглобiну Ннb (слабка органiчна кислота, донор протонiв) i калiiвоi солi гемоглобiну Кнb (сполучена основа, акцептор протонiв). Точно так само може бути розглянута оксигемоглобiнова буферна система. Система гемоглобiну i система оксигемоглобiну i взаiмоперетворюваними системами й iснують як iдине цiле. Буфернi властивостi гемоглобiну насамперед обумовленi можливiстю взаiмодii реагуючих сполук з калiiвою сiллю гемоглобiну з утворенням еквiвалентноi кiлькостi вiдповiдноi калiйноi солi кислоти i вiльного гемоглобiну:
Кнb + Н2СO3→ КНСО3 + Ннb.
Саме в такий спосiб перетворення калiйноi солi гемоглобiну еритроцитiв у вiльний Ннb з утворенням еквiвалентноi кiлькостi бiкарбонату забезпечуi пiдтримка рН кровi в межах фiзiологiчно припустимих величин, незважаючи на надходження у венозну кров величезноi кiлькостi вуглекислого газу й iнших киснуло реагуючих продуктiв обмiну.
Гемоглобiн (Ннb), потрапляючи в капiляри легень, перетворюiться в окси-гемоглобин (НнbО2), що приводить до деякого пiдкислення кровi, витисненню частини Н2О з бiкарбонатiв i зниженню лужного резерву кровi. Перерахованi буфернi системи кровi вiдiграють важливу роль у регуляцii кислотно-основноi рiвноваги. Як вiдзначалося, у цьому процесi, крiм буферних систем кровi, активну участь приймають також система дихання i сечо-статева система.
В умовах зимового голодування в органiзмi риб розвиваiться температурний та ресурсодефiцитний стрес. Вiдповiддю на нього i збiльшення протягом зимiвлi в 1,5 рази вмiсту еритроцитiв та величини гематокриту. Загальний вмiст гемоглобiну знижуiтся в 2 рази, що корелюi з даними про пряму залежнiсть вмiсту гемоглобiну в коропа вiд температури води. Це пояснюiться зниженням в 4 рази активностi мiтохондрiальноi δ-АЛС, яка лiмiтуi швидкiсть бiосинтезу гема. Загалом, данi змiни погiршують в перiод зимiвлi забезпечення тканин киснем.
В кiнцi березня на початку квiтня поряд з зниженням в 4 рази вмiсту оксиформи гемоглобiну рiвень дезоксиформи вiдносно лютого в 3 рази зростаi. Вмiст метгемоглобiну при цьому збiльшуiться в 2 рази, що спiввiдноситься з рiзким зниженням спорiдненостi гемоглобiну до кисню. З даними змiнами корелюi швидкiсть дисоцiацii оксигемоглобiну. Максимальна швидкiсть дисоцiацii виявлена в жовтнi, коли спорiдненiсть i мiнiмальною, а мiнiмальна - в червнi, коли спорiдненiсть i максимальною. Сезонна динамiка дисоцiацii оксигемоглобiну пiдтверджуi пiдвищення спорiдненостi гемоглобiну до кисню в перiод зимiвлi [6].
РЖснуi взаiмозвтАЩязок мiж пiдвищенням спорiдненостi гемоглобiну до кисню, зниженням рiвня метформи та зростанням вмiсту його оксиформи. Значне зниження вмiсту окси - та пiдвищення кiлькостi метформи гемоглобiну, а також змiщення кривоi дисоцацii оксигемоглобiну вправо в кiнцi зимiвлi свiдчить про розбалансування системи транспорту кисню в цей перiод.
Оскiльки бiохiмiчна адаптацiя здiйснюiться як шляхом модифiкацii макромолекул, так i на рiвнi регуляторних факторiв клiтини, вченими дослiджено регуляцiю функцiональноi активностi гемоглобiну за допомогою АТФ, який i основним модулятором спорiдненостi гемоглобiну риб до кисню. Протягом зимiвлi рiвень останнього знижувався в 2 рази, що спiвставляiться с вiдмiченим нами фактом збiльшення спорiдненостi гемоглобiну коропа до кисню. Це узгоджуiться з зниженням в риб за низьких температур обмiну речовин, рухливостi, зменшенням споживання ними кисню та активацiiю глiколiзу.
Перебудови енергетичного метаболiзму вiдображаються на функцiонуваннi системи транспорту кисню шляхом впливу на структурно-функцiональний стан гемоглобiну. Однiiю з суттiвих характеристик останнього i кiнетика його лужноi денатурацii [7].
Найстiйкiшим гемоглобiн i в червнi (перiод активного живлення). Найзначнiшою його денатурацiя i в жовтнi та лютому, що i показником низькоi захищеностi молекул вiд денатуруючих агентiв.
В формуваннi вищих рiвнiв структури бiлкiв важливу роль вiдiграють амiднi групи. Протягом зимiвлi амiдованiсть гемоглобiну пiдвищуiться в 2 рази. Амiдованiсть бiлкiв плазми кровi знижуiться в серединi зимiвлi, але зростаi з лютого по квiтень. Вiдомо, що з другоi половини зимiвлi як ендогенне джерело живлення в риб використовуються саме бiлки, в звтАЩязку з чим амiдування гемоглобiну та бiлкiв плазми протягом зимiвлi можна вважати засобом iх адаптивного захисту вiд протеолiзу. Додатковим механiзмом такого захисту i глiкування. Нами виявлено, що в серединi зимiвлi глiкування гемоглобiну знижуiться, а в березнi зростаi майже в 3 рази. Бiлки плазми в часовiй динамiцi глiкуються навпаки. Ввважаiмо, що ступiнь глiкування може бути фактором, який з одного боку за несприятливих умов стабiлiзуi бiлковi молекули, а з iншого - регулюi iнтенсивнiсть вуглеводного обмiну шляхом вилучення моносахаридiв з окиснювального пулу. Збiльшення ступеня амiдування бiлкiв супроводжуiться зниженням вiдсотка iх глiкування i навпаки. Ймовiрно, що за рахунок цього максимально ефективно здiйснюiться стабiлiзацiя гемоглобiну. Одночасно з цим певну роль в захистi гемоглобiну пiд час зимiвлi риб вiдiграють i сульфгiдрильнi групи. Проте iх роль, порiвняно з описаними механiзмами, нижча, оскiльки вмiст -SH груп протягом зимiвлi змiнюiться мало. Незначну роль в даному процесi вiдiграi також i метгемоглобiнредуктаза еритроцитiв, активнiсть якоi зимою знижуiться в 2 рази, що корелюi з зростанням вмiсту метгемоглобiну.
Компенсаторно-адаптивними реакцiями на токсичну дiю можна вважати збiльшення числа еритроцитiв, активацiю еритропоетичноi активностi тканин, зростання активностi метгемоглобiнвiдновлюючоi НАДH-залежноi метгемоглобiнредуктази, одного з основних ферментiв блокування окислення гемового залiза [9].
Збiльшення спорiдненостi гемоглобiну до кисню може бути фактором пiдтримання функцiонально необхiдного рiвня вiльного кисню (дiя iонiв свинцю окремо та спiльно з амiаком, iонiв цинку, закислення i залуження води, вплив фенолу) та засобом запобiгання неконтрольованих перекисних процесiв.
Комплексна взаiмодiя природних явищ, хiмiчних процесiв та людських дiй призводить до появи достатньо високих концентрацiй пестицидiв у поверхневих водах, що викликаi занепокоiння через шкiдливу дiю на воднi органiзми, мiграцiю у харчових ланцюгах, небезпеку для здоровтАЩя людини. Тому в наш час важливу роль вiдiграi вивчення бiохiмiчних та фiзiологiчних показникiв життiдiяльностi гiдробiонтiв, i зокрема риб, у вiдповiдь на отруiння. Знання характеру змiн в органах i тканинах в результатi отруiння може бути використане для пояснення механiзмiв адаптацii риб до токсикантiв, виявлення причин загибелi гiдробiонтiв у природних водоймах та обТСрунтування методiв контролю забруднення навколишнього середовища [5].
Як вiдомо, iснуi матерiальна кумуляцiя (накопичення в органiзмi токсичноi речовини) та функцiональна (викликанi токсикантом ефекти). Здатнiсть пестицидiв до матерiальноi кумуляцii описано нами у попередньому роздiлi. Функцiональна ж кумуляцiя здатна спричиняти морфологiчнi, фiзiологiчнi та бiохiмiчнi змiни в органах i тканинах, проявляючись навiть при дii препаратiв, що швидко руйнуються та виводяться з органiзму. Як вiдомо, функцiональна кумуляцiя в органiчному свiтi зустрiчаiться частiше, оскiльки пiсля кожного попадання отрути в органiзм зберiгаються наслiдки попередньоi реакцii, якi, накладаючись на наступну, призводить до появи токсичного ефекту.
До органiзму риб пестициди потрапляють переважно через зябра, шкiру та можуть захоплюватись з iжею. Токсиканти пестицидноi групи мають рiзний механiзм дii. Вiн залежить вiд хiмiчноi будови цих речовин i тому iдиноi думки по даному питанню не iснуi. Але особливо шкiдливими виявились хлорорганiчнi сполуки, що обумовлено iх значною стiйкiстю як у навколишньому середовищi так i всерединi органiзмiв тварин, а також рiзноманiтним ефектом дii (токсичний, мутагенний, канцерогенний). Значно бiльш токсичнi, нiж хлорорганiчнi, фосфорорганiчнi пестициди. Не настiльки токсичнi, але дуже шкiдливi похiднi симм-триазина, сечовини та карбонових кислот.
В результатi дослiджень впливу пестициду карбофурану на морфо-функцiональний стан яiчникiв лялiуса (ColisalaliaL) отриманi данi, що свiдчать про переродження тканини яiчникiв, появу специфiчних атлетичних ооцитiв дiаметром 80-180 мкм i зменшення кiлькостi зрiлих ооцитiв, вiдмiчено також порушення структури жовточних гранул. Дослiдники спостерiгали як гiпертрофованi, так i зморщенi ооцити невеликого розмiру з дезiнтегрованими яйценосними пластинками.
Вивчення токсичного впливу фосфорорганiчного пестициду дiазинону дозоволило авторам роботи зробити висновок про значнi морфологiчнi та фiзiологiчнi змiни у Melanotaenia duboulayi, що виражались у гiпертрофii та гiперплазii зябер, закупорцi кровоносних судин, потовщеннi епiтелiю зябрових пелюсток, посиленнi секрецii слизу.
При хронiчному отруiннi похiдними дихлорфеноксиоцтовоi кислоти у риб спостерiгаiться виснаження органiзму, атрофiя скелетноi мускулатури. Перикардiальна порожнина заповнена кровтАЩю, що майже не зсiлася, вiдмiчаiться жовтушнiсть печiнки. При гiстологiчному дослiдженнi найбiльшi змiни вiдмiченi в печiнцi (застiйна гiперемiя мiжтрабекулярних капiлярiв, зерниста дистрофiя печiнкових клiтин, в окремих випадках в певних дiлянках паренхiми карiо - та плазмопiкноз i розпад поодиноких клiтин) та мiокардi (мтАЩязевi волокна потонченi, розрихленi з погано вираженою смугастiстю). Субтоксичнi концентрацii 2,4-ДА при гострому отруiннi викликають у риб змiни в периферiйному кровотоцi, зниження кiлькостi еритроцитiв (на 8,9-18,2%), лейкоцитiв (на 22-27%) i в окремих випадках гемоглобiну (до 14%), порушення газообмiну (споживання кисню збiльшуiться на 26%) [8].
Широко вивчаються також анатомо-фiзiологiчнi змiни в органiзмi риб, що живуть в умовах пестицидного забруднення. Зокрема, фосфорорганiчний пестицид дiазинон викликаi у Меlahotaenia duboulayi потовщення епiтелiю зябрових пелюсток, гiпертрофiю та гiперплазiю зябер, посилену секрецiю слизу та закупорку кровоносних судин. У прiсноводного лялiуса (Colisalalia) токсикацiя карбофураном викликала атрезiю яiчникiв. В залежностi вiд концентрацii пестициду у риб спостерiгали ооцити без зародкових пухирцiв, гiпертрофованi, зморщенi ооцити, дезинтеграцiю яйценосних пластинок. Вiдмiчено змiни у гiстоструктурi центральноi нервовоi системи молодi бiлуги в результатi хронiчного отруiння яланом. При дii iнсектицидiв на риб та крабiв у тварин спостерiгали видозмiни у будовi нервових клiтин. Вважаiться, що найбiльш уразливими до дii забруднюючих речовин, зокрема пестицидiв, i органи чуття риб, рецепторнi елементи яких безпосередньо вiдкритi у навколишнi середовище: нюх, смак, бiчна лiнiя, що призводить до змiн у поведiнцi риби в умовах токсикозу. Поведiнковi реакцii можна використовувати як першi ознаки порушення нормальноi життiдiяльностi отруiних риб.
Вiдомi також даннi про мутагенний та тератогенний вплив пестицидiв на ембрiональний розвиток осетрових риб, при якому найчастiше спостерiгаiться порушення органогенезу, як правило, цi змiни несумiснi з життям. Пiд час застосування деяких хлорорганiчних пестицидiв спостерiгаiться також iх ембрiотоксична дiя на органiзм риб.
При вивченнi бiологiчноi дii пестициду SAN 527 I 240 EW (дiюча речовина - тауфлувалiнат) виявлено, що при концентрацii у водi 48 г/га вiн пригнiчуi здатнiсть коропа до виживання.
Для оцiнки фiзiологiчного стану риб пiд впливом найрiзноманiтнiших чинникiв середовища останнiм часом широко використовують рiзнi групи бiохiмiчних показникiв, оскiльки, застосовуючи бiохiмiчнi методи, i, зокрема, методи ензимоiндикацii, можна визначити ступiнь iнтоксикацii на самих раннiх стадiях токсичноi дii, задовго до загибелi. Вплив пестицидного забруднення водного середовища на активнiсть певних ферментiв органiзму риб досить широко описано у фаховiй лiтературi, крiм того, важливим показником токсичностi умов навколишнього середовища i кiлькiсний склад певних метаболiтiв (загального бiлку, глюкози, лактату, пiрувату тощо) в тканинах [4].
Дослiджуючи токсичний вплив гептахлору на активнiсть ферментiв в органiзмi мозамбiкськоi тiляпii (TilapiamossambicaL), автори роботи виявили вiрогiдне збiльшення активностi кислоi фосфатази в зябрах риб та почерговому збiльшенню i зменшенню активностi ферменту в печiнцi.
При дослiдженнi iндивiдуальноi та синергiчноi дii сублетальних доз пестициду монокротофосу та добрива хлориду амонiю на склад протеiнiв, глiкогену, вiльного цукру, кислоi, лужноi фосфомоноестераз та неспецифiчних естераз в мтАЩязах та печiнцi мозамбiкськоi тiляпii вiдмiчено значне зниження рiвня всiх вище перелiчених речовин уже пiсля 96 годин експозицii. При цьому, сумiш добрива i пестициду виявилась бiльш токсичною, нiж кожна речовина окремо.
Виявлено також, що фосфорорганiчнi пестициди дiазiнон та малатiон пригнiчують холiнестеразну активнiсть у личинок райдужноi форелi, причому цi змiни корелюють зi змiнами руховоi активностi [7].
При вивченнi дii сублетальних концентрацiй рогора на деякi бiохiмiчнi показники кларiiвого сома (Claridae), спостерiгалось зменшення кiлькостi мтАЩязового глiкогену з одночасним збiльшенням вмiсту лактату. Активнiсть ЛДГ протягом перших 48 годин експозицii рiзко зростала, а потiм (96-192 години експозицii) пригнiчувалась Вiдмiчено також зростання активностi глiкогенфосфорилази у мтАЩязах у вiдповiдь на дiю токсиканта.
Пiд дiiю пестициду фенитротiону, що широко використовуiться в сiльському господарствi, в концентрацii 0,02 та 0,04 мг/л в органiзмi iвропейського вугра (AnguillaanguillaL) зменшуiться рiвень протеiну, жирiв, глiкогену, спостерiгаiться пригнiчення енергетичного обмiну. Бiльшiсть метаболiчних порушень не приходить до норми протягом тижня. Автори повтАЩязують вплив фенитротiону з посиленим синтезом лiпопротеiнiв, якi вiдiграють захисну роль, та iнтенсивним катаболiзмом глiкогену в умовах iнтоксикацii.
Дослiдження iнших вчених показали, що при витримуваннi бiлого амура (CtenopharingodonidellaVal) у водi з сублетальними концентрацiями аметрину (гербiцид), бейлусцину (молюскоцид) та сечовини у плазмi кровi риб спостерiгаiться збiльшення концентрацii глюкози та незакономiрнi змiни лактату, в мтАЩязах та печiнцi вiрогiднене зменшення рiвня глiкогену, крiм того зростаi активнiсть глюкозо-6-фосфатази в печiнцi [6].
У 1995 роцi з метою одержання результатiв, якi б найбiльш адекватно вiдображали вплив антропогенного забруднення на стан молодi осетрових риб (Acipenseridae), були проведенi модельнi експерименти по вивченню впливу сумiшi хлорорганiчних пестицидiв та солей важких металiв (ВМ) при передачi iх по трофiчним ланцюгам. Як зтАЩясувалось, рання молодь осетра досить стiйка (резистентна) до дii ХОП та ВМ, хоча деякi патологiчнi змiни все ж таки спостерiгались. Така протидiя хлорорганiчним пестицидам та солям важких металiв, на думку дослiдникiв, зумовлена, очевидно, високою iнтенсивнiстю виведення вказаних токсикантiв iз органiзму риб. Однак виникнення патологiчних змiн, з точки зору вчених, не дозволяi вважати осетра достатньо повноцiнною та процвiтаючою популяцiiю.
Крiм того, високотоксичнi пестициди (корбель, фронтьiр, харнес) у сублетальнiй концентрацii викликають у передличинок осетра вiдхилення в лiпiдному обмiнi. Цiкавим виявилось те, що личинки з високим вмiстом жиру виявились бiльш токсикорезистентними.
Як обтАЩiкт для вивчення бiохiмiчних показникiв пiд впливом рiзного роду токсикантiв досить широко використовуiться мешканець наших внутрiшнiх водойм - короп лускатий (СyprinuscarpioL). При дослiдженнi холiнестерази (фермент, який американськi дослiдники пропонують використовувати як бiомаркер забруднення сiльськогосподарських водойм iнсектицидами) мозку коропа при дii на його органiзм фосфорорганiчних та карбаматних iнсектицидiв виявлено майже повне пригнiчення активностi цього ферменту.
Поряд з цим, порiвнявши токсичну дiю 13 iнсектицидних препаратiв на бiохiмiчнi показники коропа, вiдмiчено збiльшення естеразноi та пероксидазноi активностi на початковiй стадii iнтоксикацii з наступним iнгiбуванням цих ферментiв. При iнтоксикацii гормоноподiбними iнсектицидами спостерiгаiться збiльшення вмiсту малонового дiальдегiду в тканинах мозку коропа, що на думку дослiдникiв свiдчить про активацiю перекисного окислення лiпiдiв в мозковiй тканинi.
Вiдомо, що деякi пестициди можуть викликати змiни у складi кровi риб. Зокрема ендосульфан спричиняi зменшення величини спорiднення гемоглобiну до кисню, що в свою чергу призводить до зменшення рН кровi у звтАЩязку зi збiльшенням в нiй концентрацii вуглекислоти. Тими ж дослiдниками визначено, що отруiння коропа рiзними пестицидами викликаi змiни в концентрацii сироваткових бiлкiв та iх окремих фракцiй, однак направленiсть цих змiн та iх вираженiсть визначаiться природою токсиканта та його концентрацiiю [24].
Дослiдження, проведенi геологiчним товариством США в 1994 роцi в 13 штатах та окрузi Колумбiя, довели чiтку кореляцiю (зворотно-пропорцiйну залежнiсть) мiж рiвнем естрогену i тестостерону у риб та концентрацiiю водорозчинних пестицидiв у водоймах. Крiм того, пестициди порушують позагенну дiю прогестеронiв на мейотичне дозрiвання ооцитiв риб шляхом звтАЩязування з рецепторами прогестеронiв в iх плазматичних мембранах.
Заслуговують на увагу данi, що до впливу на гiдробiонтiв похiдних арилоксиалканкарбонових кислот, а саме групи 2,4-дихлорфеноксиоцтовоi кислоти (2,4-Д) та триазинiв.
Однiiю з важливих груп гербiцидiв для боротьби з буртАЩянами в посiвах злакових культур i арилоксиалканкарбоновi кислоти та iх рiзноманiтнi похiднi. Широкому застосуванню цих речовин сприяi iх помiрно-гостра токсичнiсть для теплокровних тварин, риб, планктону та iнших обтАЩiктiв навколишнього середовища. Однак останнiм часом зтАЩявились данi про патологiчнi змiни, що викликають 2.4-Д та ii похiднi в органiзмi риб та iнших тварин. Тому вивчення бiохiмiчних змiн, що виникають в органiзмi риб пiд впливом даних препаратiв, дуже важливе.
Так, при дослiдженнi нирок линiв (TincatincaL), якi знаходились в водi з 2,4-Д, було встановлено, що остання викликаi дегенерацiю та некроз в усiх вiддiлах системи канальцiв.
При одночаснiй дii 2,4-Д та пiклорама у сомика (IctaluruspunctatusL) спостерiгаiться посилення активностi печiнковоi етоксирезоруфiн-О-деетiлази, зменшення концентрацii хлоридiв у сироватцi кровi та гепато-соматичного iндексу, хоча цi змiни не вiдмiченi у риб при окремiй дii кожного з токсикантiв.
Вiдомо також, що 2,4-Д-Na негативно впливаi на окиснювальне фосфорилювання (зниження рiвня окислювальних процесiв i розтАЩiднання окиснювального фосфорилювання), знижуi аденозинтрифосфатазну активнiсть мiтохондрiй печiнки коропа, зменшуi виживання iкри та темпи раннього ембрiонального розвитку риб, викликаi кiлькiснi змiни лiпiдних фракцiй у скелетнiй та серцевiй мускулатурi коропа. Вивчались також кiлькiснi змiни лiпiдних фракцiй печiнки та плазми кровi коропа пiд впливом натрiiвоi солi 2,4-Д та патоморфологiчнi змiни (частковий некроз та переродження у сполучну тканину) в окремих органах коропа (серце, печiнка та iнш) при гострому та пiдгострому отруiннi амонiйною сiллю 2,4-Д. Вiдомо, що за дii 2,4-Д-амонiйноi солi вiдбуваються змiни в периферичнiй кровi, а також спостерiгаються дистрофiчно-некробiотичнi змiни та розлади кровообiгу в печiнцi та мiокардi.
Мутагенна дiя похiдних 2,4-Д виражена слабо, однак у дослiдах на тваринах встановлено ембрiотоксичну дiю 2,4-Д бутилового ефiру в дозах, що не викликали загальнотоксичноi дii [11].
У звтАЩязку з можливiстю надходження пестицидiв у рибоводнi водойми вивчено токсичнiсть багатьох з них для рiзних видiв риб. Вiдмiчено, що, як i iншi токсиканти, похiднi 2,4-Д мають рiзну токсичнiсть та здатнiсть до накопичення для риб рiзних видiв.
Встановлено, що токсичнiсть арилоксиалканкарбонових кислот для риб залежить не лише вiд виду риби, але й вiд ii вiку, температури води та iнших факторiв. Зокрема, токсичнiсть солей з амiнами та ефiрiв вища, нiж лужних солей препаратiв. Особливо висока токсичнiсть емульсiй ефiрiв, що, можливо, повтАЩязано з наявнiстю емульгатора, присутнiсть якого, як правило, посилюi токсичнiсть погано розчинних у водi органiчних речовин. Пiдвищення токсичностi солей з амiнами може бути повтАЩязане з високою токсичнiстю для риб самих амiнiв та з високою здатнiсть до проникнення таких солей в органiзм риби. Зокрема в районi застосування 2,4-Д кислоти в концентрацii до 0,2 мг/л вiдмiчена можливiсть накопичення великих кiлькостей преперату в трiсцi (GadusmorhuaL) - до 1500 мг/кг тканини, та в рибi-мiсяцi (MolamolaL) - до 500 мг/кг. Лабораторнi дослiдження Щербакова Ю.А. та Полубояриновоi РЖ.В. свiдчать про гiдролiз 2,4-Д бутилового ефiру до 2,4-Д кислоти протягом 9-10 дiб. По даним вчених при вмiстi в водi 5 мг/л 2,4-Д ефiру на третiй день в рибах накопичуiться 164,3 мг/кг 2,4-Д ефiру i 61,6 мг/кг 2,4-Д кислоти. При наявностi у водi ефiру на рiвнi ГДК в рибах на третiй день виявлено 32,4 мг/кг ефiру i 0,66 мг/кг кислоти. Крiм того планктон, доннi вiдкладення та воднi рослини також здатнi накопичувати та тривалий час утримувати препарати групи 2,4-Д.
Що до такого пестициду як зенкор (4-амiно-6-третбутил-3- (метилтiо) - 1,2,4-триазин-5 (4Н) - он) - одного з представникiв триазинiв, то його дiю на органiзми гiдробiонтiв i, зокрема, риб, вивчено порiвняно мало. РД вiдомостi про змiни в складi кровi та порушення обмiну нуклеiнових кислот у звтАЩязку зi здатнiстю замiщувати пiримiдиновi основи [5].
Триазини, загалом, досить токсичнi для тварин, що мешкають у водному середовищi. Протягом довгого часу похiднi триазинiв займають перше мiсце по обтАЩiмам виробництва та застосування в свiтовому землеробствi. Потрапляючи у водойми, вони викликають багаточисельнi негативнi наслiдки для гiдробiонтiв в результатi безпосередньоi токсичноi дii або в результатi глибокого порушення ланцюгiв живлення.
В лiтературних джерелах описано дослiдження негативного впливу симазина разом з хiмiчними добривами та атразину i дiурону на риб i воднi екосистеми.
Як вiдомо, результати дослiдiв з визначення токсичностi певних речовин для риб визначаються двома найважливiшими змiнними: концентрацiiю токсиканту та часом його дii. За умови незмiнного часу проведення експерименту, концентрацiя хiмiчноi речовини вiдiграi провiдну роль у визначеннi ступеня прояву токсичноi дii та при оцiнюваннi самого факту шкiдливостi дослiджуваноi сполуки для риб. Питання про концентрацiю хiмiчноi речовини, при якiй вона стаi токсичною чи летальною, залишаiться одним з найактуальнiших в токсикологii.
При дослiдженнi змiн вуглеводного обмiну у бiлого амура при витримуваннi у водi з сублетальною та летальною концентрацiями молюскоциду бейлусцину виявлено, що змiни активностi ферменту глюконеогенезу - глюкозо-6-фосфатази залежать вiд кiлькостi токсиканта у водi: при сублетальнiй концентрацii активнiсть ферменту спочатку швидко знижуiться, а згодом, по мiрi адаптацii до токсичних умов, збiльшуiться. При дii летальноi концентрацii даного пестициду спостерiгаiться рiзке збiльшення активностi ферменту [26].
Результати дослiджень негативного впливу пестициду карбофурана у сублетальнiй (0,7 мг/л) та середнiй летальнiй (1,7 мг/л) дозах на морфо-функцiональний стан яiчникiв лялiуса свiдчать про те, що в яiчниках першоi групи риб виявлено бiльший, нiж у риб контрольноi групи, вмiст ооцитiв дiаметром 80-180 мкм i менше зрiлих ооцитiв, вiдмiчено також порушення структури жовточних гранул. У яiчниках риб, яких витримували при концентрацii токсиканту 1,7 мг/л, спостерiгали як гiпертрофованi, так i зморщенi ооцити невеликого розмiру з дезiнтегрованими яйценосними пластинками.
Вивчення токсичного впливу фосфорорганiчного пестициду дiазинону у птАЩяти рiзних концентрацiях дозволило авторам роботи зробити висновок про кореляцiю вираженостi морфологiчних та фiзiологiчних змiн у Melanotaeniaduboulayi (гiпертрофiя та гiперплазiя зябер, закупорка кровоносних судин, потовщення епiтелiю зябрових пелюсток, посилена секрецiя слизу) вiд концентрацii токсиканту.
При дослiдженнi токсико-кiнетичних показникiв фенiтротину в органiзмi iвропейського вугра, порiвнюючи фактори бiонакопичення для дослiдних риб, якi утримувались у розчинах пестициду в концентрацii 0,02 та 0,04 мг/л вченими доведено, що швидкiсть поглинання токсиканту та його кiлькiсний вмiст в тканинах риб залежить вiд концентрацii пестициду в розчинi. Найвищий фактор бiоконцентрацii визначено для вугрiв, експонованих у 0,04мг/л розчинi токсиканту. Крiм того, незалежно вiд концентрацii фенiтротiону у водi його накопичення в печiнцi сягало стабiльного рiвня (0,09-0,10 мкг/г ткани) через 48 годин при вмiстi 0,02 мг/л та через 72 години при 0,04 мг/л. Однак при бiльш високiй з дослiджуваних концентрацiй через деякий час спостерiгалось швидке пiдвищення цього показника (до 0,45 мкг/г тканини). Пiсля переносу риб у чисту воду вони швидко елiмiнують накопичений пестицид: рiвнi екскрецii були вiдповiдно 0,06 та 0,04 год-1 для вказаних концентрацiй речовини. Тими ж дослiдниками було проведено ряд експериментiв для визначення впливу розчинiв фенiтротiону у вищезазначених концентрацiях на рiвень енергетичних сполук (глiкогену, прот
Вместе с этим смотрят:
G-белки и их функция
Австралопитеки - обезьянолюди или человекообезьяны?
Адаптация микроорганизмов в экстремальных условиях космоса
Адвентивна флора Чернiгiвськоi областi: iсторiя формування та сучасний стан
Адсорбция ионных и неионных поверхностно-активных веществ (ПАВ)